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化学氧化修复是有机污染场地常见的修复技术之一[1]，其修复机理主要是通过强氧化剂与有机污染物发生氧化还原反应，使得污染物转化为稳定、低毒或无毒性物质[2]。常见的化学氧化剂有活化过硫酸盐、Fenton、类Fenton、高锰酸钾、臭氧等，其中活化过硫酸盐以其易活化、适应性广、效果好等优点而成为研究热点[3-4]。化学氧化能快速而高效地去除土壤中的各类有机污染物，具有修复效率高、修复速率快、普适性强等优点[5]。然而，加入大量化学氧化剂往往会导致土壤理化性质改变、微生物生态系统破坏、带来二次污染等隐患[6]。
微生物修复技术通过微生物的生长代谢作用，将有机污染物转化成简单无机物，从而达到去除环境中有机污染物的目的[7]，包括生物刺激(添加营养物质)、生物强化(添加高效降解菌或生物催化剂(基因和酶))和曝气系统(曝气增氧)等[8]。与化学氧化等其他技术相比，微生物修复技术能够有效避免二次污染问题，其成本更低，更易于维护，但也存在修复时间长、对环境要求比较严格等缺点[9]，故在实际污染场地的应用中，仍具有一定的局限性。
为了解决单项修复技术的局限性，实现更高的有机污染物去除率的目标，可以使用多种方法联合修复[10]。近年来的研究表明，化学氧化和微生物联合修复是一种可行的联合修复方法，具有广泛的应用前景[11-12]。然而，在此前化学氧化-微生物联用技术的研究中，微生物降解主要依赖土著微生物，重点关注的是化学氧化剂对土壤微生物生态系统的影响，关于化学预氧化联合微生物强化或微生物刺激技术(即预氧化后强化微生物降解作用)的研究较少[13-14]。
菲作为土壤中常见的多环芳烃污染物之一，对人类健康具有严重威胁[15]。针对菲污染土壤修复的研究主要集中于化学氧化、微生物降解等单一方法[16]，本研究将化学氧化和微生物修复技术相结合，旨在探究化学预氧化后强化微生物降解对土壤中菲的降解效应，重点关注低浓度过硫酸盐预氧化耦合生物强化和生物刺激技术对菲降解的促进效应，以及修复期间土壤各项理化性质的变化情况，为化学氧化-微生物联用修复技术的应用提供参考。
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实验采用人工模拟的污染土壤，其制备方法如下：在5 kg洁净土壤中加入50 mL 10 g·L−1菲的丙酮溶液，充分混匀后，老化1个月。土壤各项理化指标：菲浓度(98.70±3.23) mg·kg−1，pH 7.42±0.06，有机质含量(34.79±0.89) g·kg−1，总磷含量(0.617±0.02) g·kg−1，总氮含量(0.732±0.02) g·kg−1，微生物数量(5.73±0.70)×107 CFU·g−1。土壤机械组成：(2.71±0.02)%黏粒，(36.28±1.21)%粉粒，(61.01±2.11)%砂粒。
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1)化学试剂。PHE(纯度>98%)购自Sigma-Aldrich(中国上海)；色谱纯试剂：丙酮，正己烷，二氯甲烷；分析纯试剂：Na2S2O8，KH2PO4，NaNO3等。这些试剂均购自国药集团化学试剂有限公司(中国北京)。
2)菌剂。使用实验室筛选、保存的高效菲降解菌Acidovorax sp.JG5制备菌剂，该菌在1 d内对浓度100 mg·L−1菲的降解率为90%以上。菌剂制备方法如下：从斜管培养基中挑取1环Acidovorax sp.JG5菌株，接种至富集培养基中，在30 ℃、180 r·min−1条件下，恒温振荡培养至对数生长期，于4 ℃、8 000g下，离心分离10 min，收集菌体，用无菌生理盐水洗涤2次后重悬，并调节OD600值为0.3。
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实验共设10个处理组(如表1所示)，每个处理组设3个重复。取菲污染土壤150 g于250 mL锥形瓶内，根据表1中设定的浓度，加入过硫酸钠和适量去离子水，调节水土比为3∶5。搅拌均匀后，盖上无菌透气膜，放置于50 ℃水浴锅中，反应72 h后取出，转移至30 ℃恒温培养箱中静置。在化学氧化降解期间，每隔24 h取样测定体系中过硫酸盐浓度；第1、3、5、7 天分别取样测定土壤pH、微生物数量；化学氧化前后，测定土壤中菲浓度。化学预氧化后，通过添加不同药剂，将化学预氧化后的实验组分为表1所示的9组实验组。其中：C-CK实验组加入抑菌剂NaN3，以抑制后续微生物活性，作为单独化学氧化对照组；仅加入等量去离子水的实验组命名为CK组，作为化学氧化-土著微生物降解对照组；B-CK组仍然仅添加等量去离子水，以作为单独微生物降解对照组。所有实验组均根据表1中设定的浓度，加入菌剂、各类营养物质或去离子水。放置于30 ℃、80%湿度恒温培养箱中，静置培养，每隔7 d取样测定土壤pH、微生物数量和菲浓度。
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使用紫外分光光度法[17]测定体系中过硫酸盐浓度。使用pH计(PB-10，Sartorius)测定体系中pH。微生物计数(土壤中活细菌数)的测定参考标准ISO 6222(1999)。按照赵丹等[18]的研究方法，使用气相色谱-质谱联用仪(Agilent 7890A-5975C)测定土壤中菲浓度。
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使用Origin 2016软件(OriginLab Corporation，USA)制作图表，SPSS软件和R语言包进行相关性分析和显著性分析，并绘制heatmap图。
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使用热活化过硫酸盐对菲污染土壤进行预氧化，土壤中过硫酸盐浓度随时间的变化情况及化学氧化前后土壤菲降解率如图1所示。加入氧化剂过硫酸钠反应1 d后，土壤中过硫酸盐浓度由0.1 mmol·g−1下降至0.052 mmol·g−1，降幅达近50%。随后的几天内，过硫酸盐持续消耗，到第7天，土壤中过硫酸盐基本消耗完毕。化学预氧化阶段到此结束，土壤菲的降解率达22.7%。随后加入降解菌剂或营养物质，开始进行菲的微生物降解。
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化学预氧化后强化微生物降解对土壤中菲的降解率如图2所示。前7 d内(化学氧化阶段)，单独土著微生物降解对照组(B-CK)仅去除了0.73%的菲，而活化过硫酸钠降解了22.7%的菲(对照组CK)。化学预氧化后，进一步培养B-CK、C-CK和CK等3组对照组，到第28天，B-CK最终降解率为18.43%，加入了抑菌剂NaN3的单独化学氧化对照组C-CK最终降解率为23.85%，而进行了化学预氧化-土著微生物降解的对照组CK的最终降解率为28.39%，分别较C-CK和B-CK提高4.54%和9.96%。上述结果表明，化学预氧化较单独微生物降解更能快速降解土壤中的菲，且化学预氧化后，残余的土壤微生物仍能对土壤中的菲进一步降解，进而取得更高的菲降解率，这为化学预氧化后强化微生物降解土壤中菲的研究提供了理论基础。
为进一步提高化学预氧化后土壤中多环芳烃菲的微生物降解率，通过生物强化(添加外源降解菌)和生物刺激(添加营养物质)2种手段，强化预氧化后土壤中微生物对菲的降解，结果如图2(微生物降解阶段)所示。可以看出：化学预氧化后，同时添加营养物质N和高效降解菌的实验组CBA+N，对土壤中菲的降解率最高，达41.29%；其次为添加营养物质N的实验组C+N(38.65%)。营养物质N和高效降解菌的加入，有效促进了土壤中菲的微生物降解，各实验组较对照组C-CK的降解率提高13%~17.44%，较未经生物强化的对照组CK提高8.46%~12.9%。
相比于营养物质N，添加营养物质P及NP复合营养液，对土壤中菲的微生物降解的促进有一定的迟滞性，营养物质添加1周后，菲的降解率增幅最高，仅为1.02%。自第2周起，才表现出明显的降解，最终实验组C+P、C+NP、CBA+P和CBA+NP中降解率分别达到33.86%、34.54%、35.06%和36.03%，较对照组C-CK提高10.01%~12.18%，较未经生物强化的对照组CK提高5.47%~7.64%。菲的降解结果表明，化学预氧化后耦合生物强化和生物刺激技术能够有效强化污染土壤中菲的降解。
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如图3所示，化学预氧化会导致土壤中微生物数量急剧下降，但随着营养物质和高效降解菌的加入及培养时间的延长，微生物数量逐渐恢复。化学预氧化后同时加入菌剂和N盐，对微生物生长促进作用最强，P盐的加入对微生物生长的影响为先抑制后促进。在化学预氧化处理的实验组中，过硫酸钠的加入导致土壤中微生物数量急剧下降，从7.76lgN(N表示微生物菌落数，单位为CFU·g−1，下同)下降至2.33lgN。培养7 d后，微生物数量缓慢恢复至3.84lgN。营养物质P(实验组C+P、C+NP、CBA+P和CBA+NP)的加入，在短期内(第7~14天)，抑制了土壤微生物数量的增长，各处理中微生物数量下降了3~63 CFU·g−1；而在后续培养中(第14~28天)，微生物数量迅速增长。添加营养物质N及外源降解菌(实验组C+N、CBA、CBA+N)，可有效促进土壤中微生物数量的增长。在第14~28天，除添加抑菌剂NaN3的对照组C-CK外，所有化学氧化-微生物联用实验组中土壤微生物数量均逐渐回升，增长率达4.10%~71.74%。这是生态系统稳定性的体现[19]，也是化学氧化-微生物联用修复技术得以实现的基础。
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在化学预氧化作用下，强化微生物降解土壤中多环芳烃菲期间，土壤pH的变化情况见图4。化学氧化-微生物联用修复实验组中pH变化规律为先下降，后上升，最后维持稳定。在单独微生物降解对照组B-CK中，土壤pH从7.42上升至7.89，最后相对稳定地维持在7.70左右。这可能是土壤中土著微生物生长代谢期间，产生了某种碱性中间产物而导致的。过硫酸盐和P盐会导致土壤pH急剧下降，加入菌剂和N盐对pH影响较小。在化学预氧化实验组中，过硫酸盐的加入使得土壤pH由7.42迅速下降至6.95，随着过硫酸盐的消耗，pH逐渐恢复至氧化前水平。加入营养物质或菌剂，短期内会不同程度抑制土壤pH的持续升高。添加营养物质N和菌剂，对土壤pH抑制的程度较小，土壤pH仅轻微降低0.01~0.08，最终维持在7.37~7.48。而在添加了营养物质P的实验组C+P、C+NP、CBA+P和CBA+NP中，土壤pH下降幅度较大，分别下降了0.34、0.55、0.36和0.39。随着培养时间的增加，各实验组pH均逐渐回升，最终维持在7.12~7.24。
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使用Pearson相关系数、T检验，对氧化剂、营养物质、菌剂和抑菌剂与土壤pH、微生物数量和菲降解率间的相关性进行分析，结果如图5所示。土壤中菲的降解率与过硫酸盐、营养物质和菌剂添加呈正相关，与抑菌剂、土壤pH呈负相关，其中过硫酸盐和营养物质N 2个因素与菲的降解率之间均具有显著的正相关性(P<0.05)。这也进一步证实了化学氧化结合生物强化和生物刺激，对土壤中菲的降解的促进作用。土壤pH与营养物质P呈显著负相关(r=−0.869，P<0.01)，与过硫酸盐浓度呈显著负相关(r=−0.642，0.01<P<0.05)。微生物数量与过硫酸盐呈显著负相关(r=−0.898，P<0.01)，与土壤pH呈显著正相关(r=0.724，0.01<P<0.05)。这说明过硫酸盐的加入对土壤pH和微生物数量具有严重负面影响。
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氧化剂的加入会导致土壤pH和微生物数量急剧下降，但随着培养时间的增加，二者逐渐回升。土壤pH的下降可能是由于加入到污染土壤中的过硫酸钠活化分解，产生·
SO2−4 自由基的同时生成了大量SO2−4 和H+，使得土壤pH下降[20]。微生物数量的下降，一方面可能是由于pH骤然降低，土壤微生物难以适应，进而大量死亡。OGAWA等[21]指出，过高或过低的pH均会抑制土壤中微生物的生长。这也解释了在微生物降解阶段，加入酸式盐KH2PO4作为P源后，土壤微生物数量随着pH的降低而再一次下降的原因。另一方面，过硫酸盐分解产生的强氧化性自由基·SO2−4 也可能是导致土壤微生物数量迅速减少的原因之一。有研究表明，强氧化性的自由基及各种活性物质能够渗透进入细菌的细胞膜(壁)，并破坏细胞内的成分，导致细胞死亡[22-23]。·SO2−4 可能会攻击细菌的细胞膜(壁)，使得细胞膜(壁)破裂，导致细菌大量死亡。然而，化学氧化剂虽然在短期内会对微生物造成较大影响，但最终会随着时间的增加而逐渐恢复[19]。这使得化学氧化-微生物联用修复有机污染土壤成为可能。化学预氧化后添加营养物质和高效降解菌能够有效强化微生物对菲的降解，进而提高化学氧化-微生物联合修复对土壤中有机污染物的去除率。有研究表明，生物添加和生物刺激能够有效促进微生物对土壤中有机污染物的降解[24]。本实验使用热活化过硫酸钠进行化学预氧化后，添加外源高效降解菌和不同类型的营养物质，强化土壤微生物对残余多环芳烃的降解。各个处理最终降解率依次为CBA+N>C+N>CBA+NP>CBA+P>C+NP>C+P>CBA>CK>C-CK>B-CK。同时加入高效降解菌和营养物质N，能达到最优的降解效果。这与前人的研究结果稍有不同。ROY等[25]研究了加入降解菌和营养物质对土壤微生物降解总石油烃的促进作用，结果表明，同时加入降解菌和N、P 2种营养物质，对微生物的降解促进作用最强，其次为同时加入降解菌和营养物质N。造成这一差异的原因：一方面可能是在不同土壤中，微生物对不同类型营养物质的敏感性不同；另一方面则可能是由于作为P源添加的营养液为KH2PO4。KH2PO4属于酸式盐，导致降解体系中pH降低(如图3所示)，在反应初期抑制了微生物活性，从而影响了微生物的降解效果。总的来说，在化学预氧化后，对土壤进行生物强化和生物刺激，可有效强化土壤微生物对残余有机污染物的降解，提高联用修复技术对有机污染物的修复效率。
将化学氧化与微生物修复技术相结合，对实际污染土壤的修复而言更具有参考价值。有研究表明，高浓度的过硫酸盐、高锰酸钾、Fenton等化学氧化剂对土壤微生物活性和理化性质均会带来不同程度的负面影响[26]。在使用化学氧化法修复各类有机污染土壤时，为保证修复效率，往往依赖于高浓度高剂量化学氧化剂的添加，这会带来严重的二次污染问题[27]。而微生物修复技术则存在修复时间长、难以修复高浓度污染场地等缺点，使其在实际污染场地修复的应用上仍存在较大的局限性[28]。本实验采用低浓度过硫酸盐对菲污染土壤进行预氧化，在降低了污染物浓度的同时有效减少了对土壤的二次污染，降低了土壤毒性；随后辅以生物强化和生物刺激2种典型的微生物修复技术对土壤中的菲进一步降解，最终获得了较高的降解率。这从绿色和可持续发展角度为有机污染土壤修复技术提供了新思路。
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1)化学预氧化后耦合生物强化和生物刺激等手段能够有效强化微生物对土壤中菲的降解，是一种可行的化学氧化-微生物联合修复技术。活化过硫酸盐预氧化后，同时加入营养物质N和高效降解菌，对土壤中菲降解的促进作用最强；营养物质P(KH2PO4)的加入对菲降解的促进作用存在滞后现象；仅添加高效降解菌，对土壤中菲降解的促进作用最差。
2)氧化剂过硫酸钠和营养物质P(KH2PO4)的加入，在短期内会导致土壤pH和微生物数量急剧下降。随着培养时间的延长，pH和微生物数量会逐渐恢复。
3)土壤中菲的降解率与过硫酸盐和营养物质N的添加呈显著正相关。微生物数量与过硫酸盐的添加呈负相关，与土壤pH呈正相关。土壤pH受过硫酸盐和营养物质P的负面影响较大。
化学预氧化-生物强化-生物刺激对土壤中菲降解的联合效应
Joint degradation effects of phenanthrene in soil by chemical pre-oxidation-bioaugmentation-biostimulation
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摘要: 通过室内实验，探究了低浓度过硫酸盐预氧化耦合生物强化或生物刺激技术处理下土壤中菲的降解率和修复效应。结果表明，浓度为0.1 mmol·g−1、温度为50 ℃热活化的过硫酸钠对土壤中菲7 d的降解率为22.7%。预氧化后，加入高效降解菌和营养物质，强化微生物对菲的降解，继续培育21 d，最终降解率较第7天可提高8.08%~18.59%。同时添加高效降解菌和营养物质N，对土壤中菲的降解促进作用最强，最终降解率可达41.29%，较仅进行化学氧化的对照组和仅进行微生物降解的对照组分别提高17.44%和22.86%，较预氧化后不进行微生物强化的对照组提高12.9%。降解期间，土壤微生物数量和pH呈先下降，后上升趋势，最终维持在相对稳定水平。相关性分析结果表明，土壤中菲的降解率与氧化剂和营养物质N的添加呈显著正相关，土壤微生物数量与pH呈正相关，与氧化剂呈负相关，土壤pH与氧化剂及营养物质P呈负相关。研究结果证实了化学预氧化耦合生物强化和生物刺激技术能有效促进微生物对菲污染土壤的修复。Abstract: The present study was conducted to investigate the degradation of phenanthrene in soil by low-concentration persulfate pre-oxidation combined bioaugmentation and biostimulation using high-efficiency degrading bacteria and different types of nutrients. The results showed that degradation efficiency of phenanthrene was 22.7% after 7 days treatment with 0.1 mmol·g−1 persulfate concentration and thermal activation at 50 ℃. Then the phenanthrene degradation bacteria and nutrients were added into the pre-oxidized matrix, and performed 21 days continuous cultivation, the final degradation efficiency of phenanthrene increased by 8.08%~18.59%. The simultaneous addition of degradation bacteria and nutrient N was the most effective way to promote the degradation of phenanthrene in soil, and the final degradation efficiency could reach 41.29%. This was 17.44% higher than that of the chemical oxidation control group, 22.86% higher than that of the microbial degradation control group and 12.9% higher than that of pre-oxidation without biofortification control group. During the degradation process, soil microbial biomass and pH decreased at first, then increased, and finally maintained at a relatively stable level. The results of correlation analysis showed that degradation efficiency of phenanthrene in soil was significantly positively correlated with the addition of oxidant and nutrient N, soil microbial biomass was positively correlated with pH, negatively correlated with the addition of oxidant. Soil pH was negatively correlated with the addition of oxidant and nutrient P. These results confirmed that chemical pre-oxidation combined with bioaugmentation and biostimulation can effectively promote the bioremediation of phenanthrene-contaminated soil.
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Key words:
- chemical oxidation /
- biodegradation /
- bioaugmentation /
- biostimulation /
- phenanthrene
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随着污水处理厂污泥排放量的逐渐增加，未脱水剩余污泥给运输、贮存带来诸多问题，如果不能有效处理将会转移到大气、水体和土壤中，带来二次污染[1]。通常，传统机械脱水方式对污泥脱水效果比较有限，需要在机械脱水之前进行污泥调理。
目前的研究已经使用了几种调节过程以提高污泥脱水性能，包括化学、物理、生物调节过程。丁绍兰等[2]利用CaO2氧化处理污泥；张微[3]利用微生物絮凝剂处理富营养化水体；高明[4]利用壳聚糖絮凝剂调理污泥脱水。以上研究人员均仅单独应用调理剂处理污泥来改善脱水性能。
本研究采用CaO2与微生物絮凝剂或壳聚糖两两组合的方式调理污泥，并且优化投加顺序，重点研究CaO2与絮凝剂投加顺序对调理污泥改善脱水性能的影响。
1. 材料与方法
1.1 实验原料、试剂与仪器
原污泥取自内蒙古呼和浩特某污水厂，取回立即放入冰箱中，4 ℃下静置24 h。实验中所用污泥样品均为弃去上清液后所获得的剩余污泥。
实验试剂：过氧化钙(CaO2)、壳聚糖等均为分析级试剂，微生物絮凝剂根据张薇[3]的方法分离筛选提取制备。
实验仪器：激光粒度分析仪(BT-9300S型，丹东百特仪器有限公司)，Zeta电位(NanoPlus，麦克默瑞提克仪器有限公司)，扫描电子显微镜(日立高新S-4800，日立高新技术公司)。
1.2 实验方法
分别取一定量CaO2(0.8、1.0、1.2 g·L−1)、微生物絮凝剂(4.0、5.0、6.0 g·L−1)、壳聚糖(4.0、5.0、6.0 g·L−1)于100 mL污泥中，并将盛放污泥的100 mL烧杯置于数显式磁力搅拌器，常温搅拌5 min，随后进行污泥比阻实验。做3组平行实验，实验结果取平均值。
CaO2、微生物絮凝剂及壳聚糖对污泥脱水性能的影响结果如表1所示。可以看出，CaO2在1.0 g·mL−1污泥脱水效果最佳，微生物絮凝剂和壳聚糖均在5.0 g·mL−1时效果最好。
表 1 调理及投加量Table 1. Conditioning and dosage调理剂 调理剂投加量/(g·mL−1) 比阻SRF/(1013 m·kg−1) 含水率/% CaO2 0.8 9.93 90.06 1.0 5.77 83.76 1.2 10.43 92.27 微生物絮凝剂 4.0 7.18 91.04 5.0 5.38 88.41 6.0 11.14 90.20 壳聚糖 4.0 11.03 91.48 5.0 10.48 90.94 6.0 13.61 92.20 原泥 0 15.55 92.72 | Show Table
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实验取一定剂量调理剂于100 mL污泥中，最优条件下进行污泥调理。为了分析CaO2和絮凝剂投加顺序对调理污泥的影响，取2种絮凝剂与CaO2相互组合，设置分组如下：原污泥、CaO2-微生物絮凝剂、微生物絮凝剂-CaO2、壳聚糖-CaO2、CaO2-壳聚糖，然后分析样品的脱水性能并研究相关机理，絮凝剂的投加方式如表2所示。
表 2 调理剂投加方式Table 2. Methods of conditioner dosing调理剂 投加量/(g·L−1) 投加顺序 最佳温度/℃ CaO2 微生物絮凝剂 壳聚糖 原泥 0 0 0 300 r·min−1搅拌10 min 30 CaO2-微生物絮凝剂 0.1 0.5 0 CaO2 300 r·min−1搅拌3 min，微生物絮凝剂500 r·min−1搅拌7 min 30 微生物絮凝剂-CaO2 0.5 0.1 0 微生物絮凝剂500 r·min−1搅拌7 min，CaO2 300 r·min−1搅拌3 min 30 CaO2-壳聚糖 0.1 0 0.1 CaO2 300 r·min−1搅拌5 min，壳聚糖300 r·min−1搅拌5 min 30 壳聚糖-CaO2 0.1 0 0.1 壳聚糖300 r·min−1搅拌5 min，CaO2 300 r·min−1搅拌5 min 30 | Show TableDownLoad:
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影响CaO2调理污泥脱水作用的主要因素是pH[5]，故本实验初始pH设置为5、6、7、8和9等5个梯度，考察其对污泥脱水性能的影响。按以上顺序及剂量投加搅拌后，测定对应比阻(SRF)。
1.3 分析方法
污泥Zeta电位测定。分别将原污泥和不同调理剂处理后的污泥置于50 mL离心试管中，以10 000 r·min−1的转速离心10 min，收集上清液。
污泥悬浊液粒径分布。使用去离子水将污泥样品稀释后，采用激光粒度分析仪[5]测定污泥粒径分布。
微观形貌分析。通过扫描电子显微镜(SEM)研究污泥样品的微观形貌特征。
胞外聚合物(EPS)的提取和测定。将样品置于50 mL离心试管，在3 000 r·min−1离心10 min，收集上清液视为可溶性EPS(S-EPS)；加入0.05% NaCl溶液作为缓冲溶液，并轻摇1 min至沉淀完全溶解，在2 kHz超声处理10 min，并将此重悬的溶液在7 000 r·min−1离心10 min，收集离心溶液视为松散结合的EPS(LB-EPS)；加入缓冲液并轻摇1 min，至残留沉淀完全溶解，在2 kHz超声处理10 min，并将此重悬的溶液在10 000 r·min−1离心10 min，收集离心上清液视为紧密结合的EPS(TB-EPS)。用蒽酮法测定多糖，改良Folin-Lowry法测定蛋白质[6]。
结合水测定。将一定量调理后的污泥置于100 mL离心试管，在10 000 r·min−1离心15 min，除去上清液称得W1，并在105 ℃烘干到恒重，称得W2，离心之前的重量W0[7]，W1/W0和W2/W0分别反映不同状态预期结合水的变化。
2. 结果与讨论
2.1 调理剂投加顺序对污泥脱水性能的影响
调理剂投加顺序对污泥脱水性能的影响结果如图1所示，CaO2与微生物絮凝剂或壳聚糖两两组合调理后污泥的SRF(7.13×1013、12.35×1013、5.84×1013、10.98×1013 m·kg−1)均低于原泥SRF(15.55×1013 m·kg−1)；CaO2与微生物絮凝剂及壳聚糖两两组合调理后污泥的含水率分别为79.18%、82.41%、80.47%、89.74%，而原污泥的含水率高达92.72%。由此可见，CaO2联合絮凝剂作用的污泥与原泥相比具有更好的脱水性能。由图1可以看出，SRF(CaO2-微生物絮凝剂)<SRF(微生物絮凝剂-CaO2)<SRF(原泥)，SRF(CaO2-壳聚糖)<SRF(壳聚糖-CaO2)<SRF(原泥)，由此可见，CaO2投加顺序对污泥脱水的影响较大，CaO2在水中会缓慢生成H2O2和O2，是一种安全性高且通用的氧化剂；同时，生成的Ca2+还有助于助凝作用，经计算，在絮凝剂与CaO2的最佳投加比例下，生成的Ca2+完全可以满足絮凝剂对助凝剂投加量的需求。因此，经过CaO2-絮凝剂调节的污泥比絮凝剂-CaO2调节的污泥具有更好的脱水性能。
图 1 不同调理剂组合对污泥脱水的影响Figure 1. Effects of different combinations ofconditioning agents on sludge dewatering2.2 初始pH对污泥脱水性能影响
初始pH对污泥脱水性能的影响如图2所示。CaO2-壳聚糖调理污泥在pH为5最佳、CaO2-微生物絮凝剂调理污泥的最佳pH为7、微生物絮凝剂-CaO2、壳聚糖-CaO2调理污泥pH均在6为最佳。WU等[8]证明在偏酸性环境中，CaO2可在数小时内完全反应，但当pH超过8时，需要几天乃至几十天才可以反应完全。CaO2反应属于放热反应，随pH的增大，放热逐渐降低，pH越高，越不利于CaO2的反应。因此，pH是研究CaO2作为调理剂的主要因素。在最佳pH时，SRF(CaO2-微生物絮凝剂)<SRF(微生物絮凝剂-CaO2)，SRF(CaO2-壳聚糖)<SRF(壳聚糖-CaO2)，由此可见，在最佳条件下，经过CaO2-絮凝剂调节的污泥比絮凝剂-CaO2调节的污泥脱水性能更好。
2.3 污泥Zeta电位分析
污泥Zeta电位分析结果如图3所示，原污泥电位为−6.18 mV，调理后污泥的电位分布如下：微生物絮凝剂-CaO2为−5.43 mV、壳聚糖-CaO2为−4.58 mV、CaO2-微生物絮凝剂为−1.03 mV、CaO2-壳聚糖为−4.07 mV。根据DLOV理论，Zeta电位越接近0 mV，污泥颗粒脱水性能越好。因此，由以上数据可知，CaO2-絮凝剂对污泥脱水的调理效果最好。本结果与CAO等[9]的研究结果一致，通常情况下，污泥颗粒之间会因为带有相同电荷而排斥，形成相对稳定的胶体态系统，不利于污泥颗粒的脱水性能[10]。因此，减少污泥表面电荷，使污泥颗粒间脱稳凝聚，也被作为改善污泥脱水性能的一种手段。如果先添加CaO2，会使溶液中离子浓度增高，再添加絮凝剂，会使颗粒之间由于絮凝作用相互靠近，扩散层厚度被减小，Zeta电位降低。
图 3 不同调理剂组合对污泥Zeta电位的影响Figure 3. Effects of different conditioning agent combinations on the zeta potential of sludge2.4 污泥粒径分布分析
将各污泥中粒径视为不同调理剂处理后的粒径分布如图4所示，调理后污泥的粒径分布结果为CaO2-微生物絮凝剂(33.73 μm)>微生物絮凝剂-CaO2(32.97 μm)>原泥(30.92 μm)；CaO2-壳聚糖(31.65 μm)>壳聚糖-CaO2(31.10 μm)>原泥(30.92 μm)，以上2组数据均表明CaO2在絮凝剂之前投加污泥颗粒更大。产生以上结果的原因可能是，污泥EPS中的大分子聚合物会因CaO2的氧化作用转化为低分子质量物质，污泥絮体会在一定程度上发生裂解，导致污泥絮体粒径逐渐减小，絮凝剂使污泥颗粒在桥接、沉淀网捕以及电中和的作用下迅速聚集成更大的颗粒[11]。随着反应时间的延长，压缩双电层所引起的聚集体会因为发生水分剥离使絮凝物尺寸逐渐减小。当聚集的速率与断裂的速率达到平衡时，絮体粒径大小达到稳定[12]。通过比较图4所得数据，表明CaO2-絮凝剂对污泥脱水调理效果更好。
图 4 不同调理剂组合对污泥粒度分布的影响Figure 4. Effects of different conditioning agent combinations on particle size distribution of sludge2.5 微观形貌分析
图5(a)为原污泥的扫描电镜微观形貌图，可以看出，原污泥表面为紧密结合且相对光滑的层状结构，孔隙较少。图5(b)为微生物絮凝剂-CaO2调理后污泥的扫描电镜微观形貌图，可以看出，污泥絮体出现裂痕，表面变得疏松凹凸而不规则，但没有出现较多较大孔隙。图5(c)为污泥在CaO2-微生物絮凝剂调理的扫描电镜微观形貌图，可以看出，污泥絮体表面粗糙不平且由无数小的团状结构聚集组成，出现较多较大孔隙。上述实验结果出现差异的原因可能为：在图5(b)中，污泥在絮凝剂的作用下先絮凝成一个更加密实的整体，将水分牢牢锁住，即使CaO2的氧化作用使污泥表面发生裂解，絮体出现裂痕，也没有形成较多的孔隙[13]；在图5(c)中，先投加CaO2，污泥层状结构会在氧化作用下发生裂解破碎形成不规则的小絮体，即使絮凝剂重新团聚组装，也无法拼接成一个密实的整体。由此可见CaO2在絮凝剂之前投加对污泥结构破坏更彻底。
图 5 原污泥和调理后污泥的扫描电镜图Figure 5. Scanning electron micrograph images of raw and conditioned sludge2.6 胞外聚合物(EPS)分析
不同调理剂组合对污泥胞外聚合物(EPS)的蛋白质和多糖含量的影响如图6所示。糖类和蛋白质的可溶性胞外聚合物(S-EPS)变化基本一致：CaO2-微生物絮凝剂>CaO2-壳聚糖>壳聚糖-CaO2>微生物絮凝剂-CaO2>原泥。结合蛋白质(LB-EPS、TB-EPS)变化：原泥>壳聚糖-CaO2>微生物絮凝剂-CaO2>CaO2-壳聚糖>CaO2-微生物絮凝剂。结合糖类(LB-EPS、TB-EPS)变化：原泥>壳聚糖-CaO2>微生物絮凝剂-CaO2>CaO2-微生物絮凝剂>CaO2-壳聚糖。由此可知，调理剂处理过后的可溶性糖类和可溶性蛋白质的浓度增加，而结合的糖类和蛋白质却呈相反趋势。归纳数据表明CaO2-絮凝剂具有更好的破坏污泥絮凝物的效果。这与已有研究[14-15]的结论一致：在非稳态的运行条件下，污泥的絮凝性、沉降性、压缩性和脱水性与S-EPS的含量呈正相关，而与LB-EPS、TB-EPS的含量。因此，先投加CaO2对污泥脱水性更好。
图 6 不同调理剂组合对污泥胞外聚合物(EPS)的蛋白质和多糖含量的影响Figure 6. Effects of different conditioning agents on protein and polysaccharide content in extracellular polymer (EPS) of sludge2.7 结合水分析
结合水分析实验结果(如图7所示)，湿泥饼与烘干到恒重的干泥饼在离心处理过后，结合水的变化趋势是一致的，均为CaO2-微生物絮凝剂<CaO2-壳聚糖<微生物絮凝剂-CaO2<壳聚糖-CaO2<原泥，实验结果与前面胞外聚合物及扫描电镜的分析结果一致。CaO2的氧化作用使污泥发生裂解破碎，絮凝剂的絮凝作用会使污泥团聚、锁住一部分水分。综上所述，CaO2在絮凝剂之前投加，CaO2的氧化作用会使污泥的Zeta电位更接近0 mV、污泥颗粒更大、污泥的产生较多较大孔隙、污泥絮体和细胞结构被破坏更彻底，在调解过程中更多结合水被释放，因此，先投加CaO2有助于破坏细胞壁以及溶解EPS，更好地改善污泥脱水性能。
图 7 调理后污泥离心后结合水含量变化的影响Figure 7. Change in bound water content of conditioned sludge after centrifugation3. 结论
1)调理剂投加顺序按照先加0.1 g·mL−1CaO2、后加0.5 g·mL−1微生物絮凝剂或壳聚糖污泥，脱水效果最好。它的含水率降低20%左右，比阻值分别为7.13×1013 m·kg−1和5.84×1013 m·kg−1。
2)通过扫描电子显微镜(SEM)、Zeta电位、污泥颗粒测试分析，CaO2在微生物絮凝剂或者壳聚糖之前投加，污泥的层状结构被裂解破碎，形成更小颗粒，电位更接近于0 mV，污泥脱水效果更好。
3)污泥EPS含量的检定结果显示，CaO2-微生物絮凝剂或者CaO2-壳聚糖处理污泥后，可溶性糖类和可溶性蛋白质的浓度增加，而结合的糖类、蛋白质以及结合水含量明显降低。这表明CaO2在微生物絮凝剂或者壳聚糖之前投加对降低污泥含水率更有效。
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图 1 化学预氧化处理菲的降解率和过硫酸盐含量的变化
Figure 1. Changes of persulfate concentrations and PHE degradation efficiency in the chemical pre-oxidation treatments
图 2 不同处理下土壤菲的降解率
Figure 2. Degradation efficiency of soil phenanthrene by different treatments
图 3 降解期间土壤微生物数量的变化
Figure 3. Variations of soil microbial biomass in the degradation process
表 1 实验处理组
Table 1. Experimental treatment groups
实验处理组 处理组简称 添加药剂 单独微生物降解对照 B-CK 化学氧化阶段：不进行化学氧化，仅加入等量去离子水 微生物降解阶段：等量去离子水 单独化学氧化对照 C-CK 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.1 mL·g−1 0.2 mol·L−1 NaN3 化学氧化-土著微生物降解对照 CK 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：等量去离子水 化学氧化+营养物质N刺激 C+N 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.187 mol·g−1 NaNO3 化学氧化+营养物质P刺激 C+P 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.018 7 mol·g−1 KH2PO4 化学氧化+营养物质NP刺激 C+NP 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.187 mol·g−1 NaNO3；0.018 7 mol·g−1 KH2PO4 化学氧化+生物强化 CBA 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.1 mL·g−1 菌液 化学氧化+生物强化+营养物质N刺激 CBA+N 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.1 mL·g−1 菌液；0.187 mol·g−1 NaNO3 化学氧化+生物强化+营养物质P刺激 CBA+P 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.1 mL·g−1 菌液；0.018 7 mol·g−1 KH2PO4 化学氧化+生物强化+营养物质NP刺激 CBA+NP 化学氧化阶段：0.1 mmol·g−1 Na2S2O8 微生物降解阶段：0.1 mL·g−1 菌液；0.187 mol·g−1 NaNO3；0.018 7 mol·g−1 KH2PO4
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