-
多溴联苯醚（poly brominated diphenyl ethers, PBDEs）是一种广泛应用的添加型溴系阻燃剂，可经产品的生产、使用和处置回收等途径释放到环境中[1]，世界范围的水体、土壤、沉积物、大气、动植物甚至人体中均可检出[2 − 4]. PBDEs脂溶性较强，容易在脂肪组织蓄积，并通过食物链放大，具有神经毒性[5]、肝毒性[6]、免疫毒性[7]、遗传毒性和内分泌干扰效应等[8]，也是潜在的致癌物[9]. 2009年，斯德哥尔摩公约将含有4—7个溴原子的4种PBDEs列入持久性有机污染物名单. BDE-47是商用PBDEs的主要成分，海洋环境中，BDE-47是生物利用度最高的低溴代PBDEs之一，约占PBDEs总量的70%，在水体和沉积物中浓度高（ND—pg·L−1/ND-ng·g−1），生物毒性比其它高溴代PBDEs强，很容易在贝类和鱼体等海洋生物中累积[10 − 11]. 贻贝对多数污染物有高蓄积性和耐受性，常作为海洋污染的指示生物，以鉴别污染物的时空分布特征和毒性作用[12]. 研究表明，BDE-47可在多种海洋贝类中蓄积转化并引发毒性效应[11,13]. 由BDE-47引发的生态和健康风险受到广泛关注[14 − 15].
2-羟丙基-β-环糊精（2-hydroxypropy-β-cyclodextrin, HPCD）是一种β-环糊精（β-CD）衍生物，具有疏水性空腔和亲水外围表面，被广泛应用于食品保鲜、药物传递和环境污染治理等领域[16]. HPCD可以通过包合、吸附等方式，将污染物包裹在空腔内部，可以促进有机污染物在环境介质中的传递，促进生物降解；减少污染物与生物的直接作用或将生物体中结合态污染物解吸出来，降低蓄积和毒性作用[17]. 近年来，环糊精及其衍生物也被添加到阻燃剂中，以增强其性能同时减少阻燃剂组分向环境中释放，在污染物的减毒和消除方面发挥重要作用，BDE-47作为多种PBDEs代谢物，在实际环境中极有可能与HPCD共存[18 − 22].
基于以上研究背景，本实验以BDE-47污染风险严峻的紫贻贝为研究对象，比较HPCD加入后BDE-47在贻贝各组织中的蓄积和分布变化，并计算BDE-47在贻贝各组织中蓄积和消除的动力学参数，测定氧化胁迫指标和组织损伤情况，结合分子对接模拟，以揭示HPCD对BDE-47生物蓄积、消除和毒性的影响.
-
一台Agilent 7890B气相色谱仪，配备μECD检测器和DB-5MS色谱柱（15 m×0.25 mm×0.10 μm）. 一台HS-
3345 旋转切片机，购自金华市华速科技有限公司. BDE-47标准品（纯度>98%，Wellington Laboratories）购自北京联众行贸易有限公司，BDE-47粉末（>95%）购自上海源叶生物科技有限公司. 2-羟丙基-β-环糊精（HPCD，>98%）购自北京沃凯生物科技有限公司. Captiva EMR-Lipid固相萃取柱（6 mL，600 mg）购自美国Agilent Technologies公司. 乙腈、水和二甲基亚砜（DMSO）等均为HPLC级别，购自美国Merck公司. 超氧化物歧化酶（SOD）和谷胱甘肽-S-转移酶（GST）活性、还原型谷胱甘肽（GSH）和丙二醛（MDA）含量测定试剂盒购自南京建成生物工程研究所. Bouin’s固定液购自北京兰博康斯科技有限公司. 其他试剂未作说明均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司. -
二龄紫贻贝采集自山东青岛胶州湾养殖场，体重（12.7±1.6）g，壳长（5.4 ± 0.62）cm. 实验开始前，在洁净过滤海水中驯养10 d以适应实验室条件. 实验用水温度（15.2 ± 1.9）℃，pH 7.98 ± 0.15，盐度37.9% ± 2.1%（M:M），光照/黑暗周期为14 h/10 h. 期间不间断曝气，每天定时投喂1次螺旋藻粉（0.06%体重比），暂养期间贻贝死亡率<1%.
-
暴露实验：称取BDE-47溶于DMSO中，配制100 μg·mL−1的BDE-47储备液，实验时用海水稀释至所需刻度. 暂养结束后选取健康且大小均一的紫贻贝，随机分到12只养殖箱中（90 cm×60 cm×30 cm，装有50 L溶液），每个养殖箱中60只. 12只养殖箱分为4组：海水对照组、溶剂对照组、BDE-47处理组（10 ng·mL−1）和BDE-47+HPCD处理组（10 ng·mL−1 BDE-47+60 ng·mL−1 HPCD，物质的量比约为1:2），每组设置3个重复. 实验在半静态条件下开展，每24 h更换等浓度暴露溶液，其它条件与暂养时一致.
消除实验：暴露实验后，将紫贻贝转移到洁净海水中净化10 d至无BDE-47检出，其中BDE-47+ HPCD处理组继续添加60 ng·mL−1的HPCD直至实验结束.
-
在暴露实验开始的第0、1、3、5、7、14、21、28 d随机取12—15只（每个养殖箱4—5只）贻贝，解剖分离消化盲囊、鳃、性腺、外套膜和闭壳肌等部位，合并同一养殖箱的组织样本，冻干后研磨成粉末用于BDE-47含量测定. BDE-47含量测定参考耿倩倩和Komolafe的方法[11,23]，并根据实际情况优化，具体方法如下：准确称取（0.20 ± 0.01）g冻干粉，加入10 mL乙腈-水（80:20，V:V），1.0 g氯化钠并涡旋30 s，水浴条件下超声辅助萃取10 min，之后
4000 r·min−1离心5 min，移取5 mL上清液过Captiva EMR-Lipid小柱净化，收集萃取液，40 ℃氮气吹干，加入1 mL正己烷溶解，过0.22 μm滤膜后待测.仪器分析：气相色谱（GC）程序升温条件：100 ℃保持1 min，20 ℃·min−1升温至320 ℃保持5 min. 进样量：1 μL，进样方式：不分流. 外标法定量BDE-47含量以干重计（μg·g−1）.
质量控制：同时做方法空白、空白加标和基质加标，以控制整个分析过程的准确度和精密度.
-
基于预实验测定结果，选取暴露28 d的6—10只贻贝，冰上快速解剖分离消化盲囊和性腺，以1:9（V:V）体积比加入遇冷生理盐水匀浆，4 ℃下
5000 r·min−1离心10 min，取上清液待测；GST活性测定采用比色法，以GSH浓度降低的方式反映；还原型GSH含量测定原理是GSH可与二硫代二硝基苯甲酸（DTNB）反应，生成一种黄色化合物，可在405 nm下进行比色定量测定；SOD活性测定以反应体系中SOD抑制率对应的酶量表示，CAT活性测定采用钼酸铵法，MDA含量测定使用TBA，具体测定方法参照检测试剂盒说明书操作. 参考文献[24]中方法，将所得指标进行均一化处理，绘制响应星状图，计算综合生物标志物响应（IBR）指数. 贻贝脂肪含量测定采用酸水解法（GB/T5009.6 —2016 食品安全国家标准食品中脂肪的测定）. -
选取暴露28 d的3—5只贻贝，解剖分离消化盲囊和性腺，置于Bouin’s固定液中固定48 h，用于制备组织病理切片. 经梯度乙醇溶液脱水，二甲苯、甲苯和石蜡透明处理，浸蜡和包埋后，将蜡块修整为1 cm3左右，在旋转切片机中切成厚度介于3—5 μm的切片，之后经过烤片、贴片和苏木精-伊红染色（H&E染色）处理后，置于光学显微镜下观察.
-
分子对接用于模拟BDE-47与HPCD可能的相互作用模式. BDE-47和HPCD的3D结构用Chem Bio Office 构建，将BDE-47定义为配体，HPCD 作为受体，在MMFF94x力场下将配体和受体分子能量最小化. 对接时，配体分子构象设为柔性可旋转，迭代次数为
1000 次，梯度测试值为 0.01，根据对接能量（S值）选择最优得分构象. -
采用Origin 2021软件中的一阶非线性蓄积-消除模型，对每个处理组贻贝组织在各取样时间点的BDE-47平均含量进行蓄积和消除动力学拟合[11]. 首先按照公式（1）计算消除动力学参数（Ke, d−1）：
式中，Ct是消除实验在时间t时贻贝组织中BDE-47含量（ng·g−1），Ct=0是消除实验开始时对应组织中BDE-47的含量（ng·g−1）.
按照公式（2）的非线性回归，计算蓄积速率常数（Ka, mL·g−1·d−1）：
式中，Ct是蓄积实验在时间t时贻贝组织中BDE-47含量（ng·g−1），C是暴露溶液中BDE-47的浓度（ng·mL−1）.
按照公式（3）计算消除半衰期（t1/2, d）：
动力学来源生物富集因子（BCFk, mL·g−1）按照公式（4）计算：
式中，Ka和Ke值分别为计算所得蓄积和消除速率常数.
依据公式（5）计算观测所得生物富集系数（BCFo, mL·g−1）：
式中，Cm为蓄积实验结束时贻贝组织中BDE-47平均含量（ng·g−1），Cw为暴露溶液中BDE-47实测浓度（ng·mL−1）.
-
本研究中实验数据的统计使用SPSS 20.0软件，Duncan’s法进行多重比较，显著水平P = 0.05，以均值± SD值表示，使用Origin 2021软件绘图.
-
蓄积和代谢消除阶段，对照组和各处理组紫贻贝的生长状态良好，死亡率均<1%. 紫贻贝消化盲囊、性腺、鳃、闭壳肌、外套膜和整贝（软组织）中BDE-47含量-时间变化如图1所示，拟合所得蓄积和消除动力学参数列于表1.
（1）BDE-47蓄积和分布.
暴露开始后1 d，紫贻贝各部位均可检测到BDE-47，随暴露时间延长，BDE-47含量均逐渐增大，至第28天时达到最大值；BDE-47处理组与BDE-47+HPCD处理组蓄积趋势一致：在暴露阶段BDE-47含量持续增加，至第28天仍未观察到平台期，说明紫贻贝对BDE-47的蓄积能力较强；各取样时间点的紫贻贝组织中BDE-47含量顺序大致为：消化盲囊>性腺>鳃>闭壳肌和外套膜，消化盲囊是BDE-47蓄积的靶组织.
在蓄积开始阶段（1—5 d），HPCD对紫贻贝中BDE-47的蓄积量无显著影响，各处理组的BDE-47含量接近；随暴露时间延长，BDE-47+HPCD处理组的贻贝组织中BDE-47含量总体上低于BDE-47处理组，这一现象在消化盲囊和性腺中更为明显，HPCD降低了BDE-47在紫贻贝各组织中的蓄积浓度.
（2）BDE-47消除特征
在消除阶段的前期，BDE-47含量降低较为明显，后期消除速率有不同程度的减缓. 经过10 d的消除，各处理组紫贻贝组织中仍有一定比例的BDE-47残留，BDE-47处理组残留量约为蓄积终点含量的20.4%—50.7%，BDE-47+HPCD处理组为9.0%—20.9%；BDE-47残留量顺序：BDE-47处理组，性腺>鳃>消化盲囊>闭壳肌>外套膜；BDE-47+HPCD处理组，性腺>消化盲囊>外套膜>鳃>闭壳肌. 紫贻贝对BDE-47的消除能力较差，BDE-47在紫贻贝中存在较高的残留风险. 在消除阶段几乎所有时间点的含量均是BDE-47处理组>BDE-47+HPCD处理组，HPCD促进了紫贻贝对BDE-47的消除. 主要表现为HPCD加入后，BDE-47的消除速率Ke值增大，蓄积速率Ka值和富集系数（BCFk和BCF0）降低，并且具有更短的消除半衰期（表1）. 紫贻贝整贝（软组织）中BDE-47的蓄积和消除的趋势与各组织类似.
BDE-47在紫贻贝中存在组织特异性蓄积和消除. BDE-47脂溶性较强，消化盲囊和性腺脂肪含量高于其它组织（消化盲囊13.4%，性腺13.7%，其它组织均<8%，以干重计），消化盲囊也是贝类代谢的重要部位，BDE-47经鳃等组织吸收后倾向于在这两种组织中蓄积，其它有机污染物在贻贝中蓄积和分布的组织差异也被证实[11,26]. BDE-47在贻贝性腺中的高浓度蓄积或可引发贝类繁殖异常. 鳃是BDE-47吸收和消除的重要部位，这与鳃丝有较大的接触表面积和丰富的血管有关. 研究表明，γ-CD可通过与全氟烷基辛酸（PFOA）形成包合物，逆转PFOA与血清蛋白（HSA）的结合，从而降低蓄积[27]；而加入β-CD或者氨基键合的β-CD也有助于将全氟（2-甲基-3-氧杂己酸，GenX）从HAS-GenX复合体中提取出来，从而缓解污染[28]. 与上述环糊精相似，HPCD也具有疏水性内腔和亲水外壁，容易和疏水性的污染物通过非共价相互作用形成包合物，改变赋存形态，降低生物有效性从而降低蓄积；HPCD也可能逆转贻贝中BDE-47的结合，促进其代谢消除[18 − 19]. 模拟生物膜吸收研究表明，HPCD可降低多种有机污染物的表观渗透率从而降低污染物的吸收量[29]，因此本研究中HPCD存在下降低BDE-47蓄积和促进消除作用可能是以上多因素影响的结果.
-
研究表明，BDE-47暴露可在许多无脊椎动物中引发过氧化应激反应，并诱导机体的抗氧化防御功能，保护生物体免受氧化损伤[25,29 − 30]. 本研究中，蓄积28 d的消化盲囊和性腺中抗氧化酶活性（GST、SOD和CAT）脂质过氧化生物标记物（MDA）和非酶抗氧化剂（GSH）均受到BDE-47和BDE-47+HPCD暴露的影响，相关结果列于图2. 与对照组相比，BDE-47和BDE-47+HPCD显著（P<0.05）抑制消化盲囊和性腺GST活性，并且BDE-47处理组抑制作用较大（图2A）；GSH含量变化趋势与GST一致（图2B）. BDE-47和BDE-47+HPCD暴露处理的SOD（图2C）和CAT（图2D）酶活性，MDA（图2E）含量均显著（P<0.05）高于对照组，并且前者MDA含量的诱导升高作用高于后者.
GST是一种关键的Ⅱ相解毒酶，GSH是一种重要的非酶抗氧化剂. GST催化GSH与许多亲电化学物质结合并生成水溶性物质，在外源化学物质的抗氧化防御中发挥重要作用. GST活性的降低表明生物体无法适应BDE-47暴露处理引起的过氧化胁迫，这与之前关于PBDEs等污染物对贻贝暴露胁迫的研究一致[31]. 与BDE-47处理组相比，BDE-47+HPCD暴露处理组GST活性和GSH含量降低幅度较小，说明后者氧化胁迫的程度更低. SOD是一种重要的抗氧化酶，因为它能将超氧自由基（O2−）分解为H2O2，以消除活性氧（ROS），保护机体免受氧化损伤. CAT是消除H2O2的酶，与SOD一起协同作用保护生物体维持稳态平衡，具有抗炎作用[32]. SOD和CAT活性的显著升高说明BDE-47诱导O2−生成造成氧化胁迫；MDA是生物体内膜脂过氧化的产物，MDA含量升高意味着O2−并没有被彻底清除，造成ROS的积累[24,33]. BDE-47+HPCD处理组MDA含量显著低于BDE-47处理组，表明HPCD减轻了BDE-47诱导的氧化胁迫作用. SOD、CAT、MDA测定结果与GST、GSH测定结果一致.
图2F，2G所示为综合生物标志物星图，各指标中以SOD的响应值最高，GST、GSH和MDA的响应值相近，CAT响应值最低. IBR值可以综合多种生物标志物对污染胁迫的反应，用于评估污染物毒性效应. IBR值越高，毒性反应越大[34]. 消化盲囊BDE-47和BDE-47+HPCD处理组的IBR值（图2F、G中相邻生物标志物的辐射线围成的星状图面积之和）分别为3.40和1.47，性腺中分别为1.26和0.82. 说明BDE-47处理组的各生物标志物指标对暴露胁迫的反应更高. 氧化应激各项指标和IBR值结果说明HPCD大幅度降低了BDE-47诱导的氧化胁迫和毒性作用.
-
（1）消化盲囊
对照组（图3A）消化盲囊中可见形态正常的消化管（dt），内含管腔（l）和分泌物（sp），外侧包围着单层或连续的消化细胞和嗜碱性细胞，内壁间质组织呈现“星形”结构，周围连接组织（ct）正常，未发现明显的萎缩或者坏死等结构损伤；BDE-47处理组（图3B）消化盲囊中观察到明显的消化管萎缩（at），组织脱落（ex），血细胞浸润（hi）和连接组织纤维化（fi）等损伤，内壁间质组织“星形”结构不明显. BDE-47+HPCD处理组（图3C）消化盲囊表现为消化管萎缩（at），组织脱落（ex）连接组织纤维化（fi），内壁间质组织“星形”结构同样不明显，组织损伤与BDE-47处理组无明显差别.
（2）性腺
对照组（图3D）雄性紫贻贝性腺处于生精中期，可见发育正常的精巢组织，大量初级次级精母细胞（*）呈辐射状排列，滤泡边界清晰可见；BDE-47处理组（图3E）精母细胞辐射状排列不规则，且精母细胞数量明显少于对照组，滤泡边界模糊；BDE-47+HPCD处理组（图3F）精巢组织的滤泡边缘模糊增厚，精母细胞数量和排列和对照组相比变化不大，精巢损伤低于BDE-47处理组.
对照组（图3G）可见发育完全的紫贻贝卵巢，表现为结构正常的梨形、圆形或卵圆形的卵细胞（1），大小均一，卵细胞内含细胞核（2）与核仁（3），细胞核比例适中，与核质界限分明，核仁清晰可见，着色较深；卵细胞外有滤泡壁（4）包围，滤泡间隙较小. BDE-47处理组（H）卵细胞数量明显减少，细胞核增大，核仁分散不清晰，且滤泡壁模糊增厚（5），相邻滤泡间隙变大（6）. BDE-47+HPCD处理组（图3I）卵细胞数量变化不显著，但也表现为滤泡壁模糊增厚（7）和滤泡间隙增大（8）的现象，损伤程度低于BDE-47暴露组.
研究表明，PBDEs可诱导双壳贝类的炎症反应并导致消化管等的损伤[15, 35]. 本研究中消化管萎缩表现为管腔增大或小管厚度增加，这是由炎症反应造成的，消化管内腔组织脱落是由消化细胞坏死引起的，血细胞浸润是由于管腔细胞破损，血细胞进入管腔引发. HPCD对BDE-47蓄积的消化盲囊组织损伤影响较小，这可能是由于两个处理组的消化盲囊中均蓄积了较高浓度的BDE-47导致的. 基于脊椎动物的毒性实验表明，BDE-47具有生殖发育毒性和遗传毒性[36]. 本研究中各处理组紫贻贝性腺均有不同程度的损伤，比如生殖细胞数量降低等，说明BDE-47可能影响其生殖功能，由BDE-47引发的海洋无脊椎动物尤其是双壳贝类的生殖功能异常也应当引起足够重视. 组织病理研究结果表明HPCD一定程度上减轻了对紫贻贝消化盲囊和性腺的组织损伤.
-
分子对接可直观展示主客体化合物之间的相互作用方式，优选后的包合物构型列于图4. 分子对接模拟结果表明，BDE-47分子部分进入HPCD空腔，分子在空腔内部折叠，位于空腔居中位置. 其中BDE-47的部分苯环，醚键和溴原子靠近HPCD小口端，部分基团暴露在空腔外部. 分子对接模拟计算BDE-47和HPCD的结合能为−4.16 cal·mol−1，说明BDE-47和HPCD可以形成较为稳定的包合物. 基于分子对接的结果，推测HPCD对BDE-47蓄积、分布的影响和毒性降低的作用可能是由于HPCD对游离态BDE-47（暴露溶液中）的屏蔽作用，或对结合态BDE-47（贻贝组织中）的解吸附作用，降低BDE-47的蓄积并加速消除，继而减缓其毒性作用[19].
-
（1）BDE-47在紫贻贝中的蓄积具有组织特异性；HPCD显著降低BDE-47在紫贻贝各组织中的蓄积浓度，加快BDE-47的清除：加入HPCD后，BDE-47蓄积速率常数（Ka）、消除半衰期（t1/2）和生物富集因子（BCFk，BCFo）减小，消除动力学参数（Ke）增大.
（2）HPCD减轻了BDE-47对紫贻贝消化盲囊和性腺的氧化胁迫和组织损伤；HPCD降低BDE-47在紫贻贝中的残留风险的同时也减轻了BDE-47对紫贻贝的毒性.
（3）BDE-47蓄积、分布和消除动态，以及氧化损伤的结果表明贻贝消化盲囊和性腺组织损伤减轻与HPCD降低BDE-47的蓄积量并减轻氧化胁迫有关.
（4）分子对接结果表明HPCD可能通过对BDE-47的屏蔽或者解吸附作用降低BDE-47在贻贝中的蓄积，继而减缓其毒性作用. 研究结果为HPCD在减少海洋生物污染物蓄积和促进消除方面的应用提供参考.
2-羟丙基-β-环糊精降低BDE-47在紫贻贝中的蓄积并减缓其毒性作用
2-Hydroxypropy-β-cyclodextrin reduced the accumulation and toxicity of BDE-47 in Mytilus galloprovincialis
-
摘要: 四溴联苯醚（BDE-47）因其高蓄积性和多毒性特点，引发严重的生态和健康风险，是国际上重点关注和管控的新污染物. 研究通过比较BDE-47单独暴露和BDE-47+2-羟丙基-β-环糊精（HPCD）联合暴露处理的紫贻贝消化盲囊、性腺和鳃等组织中BDE-47蓄积和消除动态差异，测定氧化应激指标和组织损伤，结合分子对接模拟，探讨HPCD对BDE-47蓄积、分布和毒性效应的影响. 结果表明，BDE-47在紫贻贝中的蓄积具有组织特异性；HPCD可显著降低BDE-47在紫贻贝各组织中的蓄积浓度，同时加快BDE-47的消除. HPCD降低了BDE-47在贻贝中的残留风险. GST、SOD、CAT活性和GSH、MDA含量变化分析表明，HPCD减轻了BDE-47对紫贻贝消化盲囊和性腺的氧化胁迫. BDE-47+HPCD处理组的综合生物标志物响应值（IBR）低于BDE-47处理组，组织病理损伤也较轻. 分子对接显示HPCD减轻BDE-47对紫贻贝的毒性，可能是基于HPCD对BDE-47的屏蔽作用. 研究结果为HPCD在减少海洋生物污染物积累和消除方面的应用提供数据支持.
-
关键词:
- 四溴联苯醚(BDE-47) /
- 羟丙基-β-环糊精(HPCD) /
- 紫贻贝 /
- 蓄积 /
- 毒性.
Abstract: Tetrabromodiphenyl ether (BDE-47) is a typical emerging pollutants of international concern and control due to its high accumulative and multi-toxic characteristics, which poses serious ecological and health risks. To investigate the effects of 2-hydroxypropy-β-cyclodextrin (HPCD) on the accumulation, distribution and toxicity of BDE-47, the dynamic differences in the accumulation and elimination of BDE-47 in digestive gland, gonad, gill and other tissues of blue mussel Mytilus galloprovincialis exposed to BDE-47 and BDE-47+HPCD, as well as the oxidative stress indicators and tissue damages, were studied. Molecular docking simulation was used to simulate intermolecular interactions. Results showed that the accumulation of BDE-47 in M.galloprovincialis was tissue-specific; HPCD significantly reduced the accumulation, and accelerated the clearance of BDE-47 in mussel tissues. HPCD reduced the risk of BDE-47 residues in mussels. Changes in GST, SOD, and CAT activity, GSH and MDA content indicated that HPCD alleviated the oxidative stress of BDE-47 on digestive gland and gonad. The integrated biomarker response (IBR) index was lower in the BDE-47+HPCD treatment groups than that of BDE-47, and histopathological damage was also less severe. HPCD reduced the toxicity of BDE-47 to M.galloprovincialis, which may be due to the shielding effect of HPCD on BDE-47, based on molecular docking results. Results of this study could provide data to support the application of HPCD in reducing the accumulation and elimination of pollutants from marine organisms. -
多溴联苯醚（poly brominated diphenyl ethers, PBDEs）是一种广泛应用的添加型溴系阻燃剂，可经产品的生产、使用和处置回收等途径释放到环境中[1]，世界范围的水体、土壤、沉积物、大气、动植物甚至人体中均可检出[2 − 4]. PBDEs脂溶性较强，容易在脂肪组织蓄积，并通过食物链放大，具有神经毒性[5]、肝毒性[6]、免疫毒性[7]、遗传毒性和内分泌干扰效应等[8]，也是潜在的致癌物[9]. 2009年，斯德哥尔摩公约将含有4—7个溴原子的4种PBDEs列入持久性有机污染物名单. BDE-47是商用PBDEs的主要成分，海洋环境中，BDE-47是生物利用度最高的低溴代PBDEs之一，约占PBDEs总量的70%，在水体和沉积物中浓度高（ND—pg·L−1/ND-ng·g−1），生物毒性比其它高溴代PBDEs强，很容易在贝类和鱼体等海洋生物中累积[10 − 11]. 贻贝对多数污染物有高蓄积性和耐受性，常作为海洋污染的指示生物，以鉴别污染物的时空分布特征和毒性作用[12]. 研究表明，BDE-47可在多种海洋贝类中蓄积转化并引发毒性效应[11,13]. 由BDE-47引发的生态和健康风险受到广泛关注[14 − 15].
2-羟丙基-β-环糊精（2-hydroxypropy-β-cyclodextrin, HPCD）是一种β-环糊精（β-CD）衍生物，具有疏水性空腔和亲水外围表面，被广泛应用于食品保鲜、药物传递和环境污染治理等领域[16]. HPCD可以通过包合、吸附等方式，将污染物包裹在空腔内部，可以促进有机污染物在环境介质中的传递，促进生物降解；减少污染物与生物的直接作用或将生物体中结合态污染物解吸出来，降低蓄积和毒性作用[17]. 近年来，环糊精及其衍生物也被添加到阻燃剂中，以增强其性能同时减少阻燃剂组分向环境中释放，在污染物的减毒和消除方面发挥重要作用，BDE-47作为多种PBDEs代谢物，在实际环境中极有可能与HPCD共存[18 − 22].
基于以上研究背景，本实验以BDE-47污染风险严峻的紫贻贝为研究对象，比较HPCD加入后BDE-47在贻贝各组织中的蓄积和分布变化，并计算BDE-47在贻贝各组织中蓄积和消除的动力学参数，测定氧化胁迫指标和组织损伤情况，结合分子对接模拟，以揭示HPCD对BDE-47生物蓄积、消除和毒性的影响.
1. 材料与方法（Materials and methods）
1.1 实验材料
1.1.1 仪器与试剂
一台Agilent 7890B气相色谱仪，配备μECD检测器和DB-5MS色谱柱（15 m×0.25 mm×0.10 μm）. 一台HS-
3345 旋转切片机，购自金华市华速科技有限公司. BDE-47标准品（纯度>98%，Wellington Laboratories）购自北京联众行贸易有限公司，BDE-47粉末（>95%）购自上海源叶生物科技有限公司. 2-羟丙基-β-环糊精（HPCD，>98%）购自北京沃凯生物科技有限公司. Captiva EMR-Lipid固相萃取柱（6 mL，600 mg）购自美国Agilent Technologies公司. 乙腈、水和二甲基亚砜（DMSO）等均为HPLC级别，购自美国Merck公司. 超氧化物歧化酶（SOD）和谷胱甘肽-S-转移酶（GST）活性、还原型谷胱甘肽（GSH）和丙二醛（MDA）含量测定试剂盒购自南京建成生物工程研究所. Bouin’s固定液购自北京兰博康斯科技有限公司. 其他试剂未作说明均为分析纯，购自国药集团化学试剂有限公司.1.1.2 供试生物
二龄紫贻贝采集自山东青岛胶州湾养殖场，体重（12.7±1.6）g，壳长（5.4 ± 0.62）cm. 实验开始前，在洁净过滤海水中驯养10 d以适应实验室条件. 实验用水温度（15.2 ± 1.9）℃，pH 7.98 ± 0.15，盐度37.9% ± 2.1%（M:M），光照/黑暗周期为14 h/10 h. 期间不间断曝气，每天定时投喂1次螺旋藻粉（0.06%体重比），暂养期间贻贝死亡率<1%.
1.2 实验方法
1.2.1 暴露实验与样本采集
暴露实验：称取BDE-47溶于DMSO中，配制100 μg·mL−1的BDE-47储备液，实验时用海水稀释至所需刻度. 暂养结束后选取健康且大小均一的紫贻贝，随机分到12只养殖箱中（90 cm×60 cm×30 cm，装有50 L溶液），每个养殖箱中60只. 12只养殖箱分为4组：海水对照组、溶剂对照组、BDE-47处理组（10 ng·mL−1）和BDE-47+HPCD处理组（10 ng·mL−1 BDE-47+60 ng·mL−1 HPCD，物质的量比约为1:2），每组设置3个重复. 实验在半静态条件下开展，每24 h更换等浓度暴露溶液，其它条件与暂养时一致.
消除实验：暴露实验后，将紫贻贝转移到洁净海水中净化10 d至无BDE-47检出，其中BDE-47+ HPCD处理组继续添加60 ng·mL−1的HPCD直至实验结束.
1.2.2 样本前处理与仪器分析
在暴露实验开始的第0、1、3、5、7、14、21、28 d随机取12—15只（每个养殖箱4—5只）贻贝，解剖分离消化盲囊、鳃、性腺、外套膜和闭壳肌等部位，合并同一养殖箱的组织样本，冻干后研磨成粉末用于BDE-47含量测定. BDE-47含量测定参考耿倩倩和Komolafe的方法[11,23]，并根据实际情况优化，具体方法如下：准确称取（0.20 ± 0.01）g冻干粉，加入10 mL乙腈-水（80:20，V:V），1.0 g氯化钠并涡旋30 s，水浴条件下超声辅助萃取10 min，之后
4000 r·min−1离心5 min，移取5 mL上清液过Captiva EMR-Lipid小柱净化，收集萃取液，40 ℃氮气吹干，加入1 mL正己烷溶解，过0.22 μm滤膜后待测.仪器分析：气相色谱（GC）程序升温条件：100 ℃保持1 min，20 ℃·min−1升温至320 ℃保持5 min. 进样量：1 μL，进样方式：不分流. 外标法定量BDE-47含量以干重计（μg·g−1）.
质量控制：同时做方法空白、空白加标和基质加标，以控制整个分析过程的准确度和精密度.
1.2.3 氧化损伤等生化指标测定
基于预实验测定结果，选取暴露28 d的6—10只贻贝，冰上快速解剖分离消化盲囊和性腺，以1:9（V:V）体积比加入遇冷生理盐水匀浆，4 ℃下
5000 r·min−1离心10 min，取上清液待测；GST活性测定采用比色法，以GSH浓度降低的方式反映；还原型GSH含量测定原理是GSH可与二硫代二硝基苯甲酸（DTNB）反应，生成一种黄色化合物，可在405 nm下进行比色定量测定；SOD活性测定以反应体系中SOD抑制率对应的酶量表示，CAT活性测定采用钼酸铵法，MDA含量测定使用TBA，具体测定方法参照检测试剂盒说明书操作. 参考文献[24]中方法，将所得指标进行均一化处理，绘制响应星状图，计算综合生物标志物响应（IBR）指数. 贻贝脂肪含量测定采用酸水解法（GB/T5009.6 —2016 食品安全国家标准食品中脂肪的测定）.1.2.4 组织切片制备
选取暴露28 d的3—5只贻贝，解剖分离消化盲囊和性腺，置于Bouin’s固定液中固定48 h，用于制备组织病理切片. 经梯度乙醇溶液脱水，二甲苯、甲苯和石蜡透明处理，浸蜡和包埋后，将蜡块修整为1 cm3左右，在旋转切片机中切成厚度介于3—5 μm的切片，之后经过烤片、贴片和苏木精-伊红染色（H&E染色）处理后，置于光学显微镜下观察.
1.2.5 分子对接
分子对接用于模拟BDE-47与HPCD可能的相互作用模式. BDE-47和HPCD的3D结构用Chem Bio Office 构建，将BDE-47定义为配体，HPCD 作为受体，在MMFF94x力场下将配体和受体分子能量最小化. 对接时，配体分子构象设为柔性可旋转，迭代次数为
1000 次，梯度测试值为 0.01，根据对接能量（S值）选择最优得分构象.1.2.6 蓄积与消除动力学分析
采用Origin 2021软件中的一阶非线性蓄积-消除模型，对每个处理组贻贝组织在各取样时间点的BDE-47平均含量进行蓄积和消除动力学拟合[11]. 首先按照公式（1）计算消除动力学参数（Ke, d−1）：
stringUtils.convertMath(!{formula.content}) (1) 式中，Ct是消除实验在时间t时贻贝组织中BDE-47含量（ng·g−1），Ct=0是消除实验开始时对应组织中BDE-47的含量（ng·g−1）.
按照公式（2）的非线性回归，计算蓄积速率常数（Ka, mL·g−1·d−1）：
stringUtils.convertMath(!{formula.content}) (2) 式中，Ct是蓄积实验在时间t时贻贝组织中BDE-47含量（ng·g−1），C是暴露溶液中BDE-47的浓度（ng·mL−1）.
按照公式（3）计算消除半衰期（t1/2, d）：
stringUtils.convertMath(!{formula.content}) (3) 动力学来源生物富集因子（BCFk, mL·g−1）按照公式（4）计算：
stringUtils.convertMath(!{formula.content}) (4) 式中，Ka和Ke值分别为计算所得蓄积和消除速率常数.
依据公式（5）计算观测所得生物富集系数（BCFo, mL·g−1）：
stringUtils.convertMath(!{formula.content}) (5) 式中，Cm为蓄积实验结束时贻贝组织中BDE-47平均含量（ng·g−1），Cw为暴露溶液中BDE-47实测浓度（ng·mL−1）.
1.3 数据分析
本研究中实验数据的统计使用SPSS 20.0软件，Duncan’s法进行多重比较，显著水平P = 0.05，以均值± SD值表示，使用Origin 2021软件绘图.
2. 结果与讨论（Results and discussion）
2.1 HPCD对BDE-47在贻贝中蓄积、分布和消除的影响
蓄积和代谢消除阶段，对照组和各处理组紫贻贝的生长状态良好，死亡率均<1%. 紫贻贝消化盲囊、性腺、鳃、闭壳肌、外套膜和整贝（软组织）中BDE-47含量-时间变化如图1所示，拟合所得蓄积和消除动力学参数列于表1.
图 1 蓄积和消除过程中四溴联苯醚（BDE-47）在贻贝消化盲囊、性腺、鳃、闭壳肌、外套膜和整贝（软组织）中的含量变化Figure 1. Changes of tetrabromodiphenyl ether （BDE-47） content in digestive gland, gonad, gill, mantle, adductor muscle and whole mussel （soft tissue） of blue mussel during accumulation and elimination（n=3, dry weight, mean ± SD）（n=3，含量以干重计算，均值±SD）表 1 BDE-47处理组和BDE-47+HPCD处理组的紫贻贝组织中BDE-47的蓄积和消除动力学参数Table 1. The accumulation and elimination kinetic parameters of BDE-47 in the tissues of blue mussels treated with BDE-47 and BDE-47+HPCD组别Group 组织Tissue Ke/d−1 Ka/（mL·g−1·d−1） t1/2/d BCFk/（mL·g−1） BCFo/（mL·g−1） BDE-47 消化盲囊（digestive gland） 0.2447 720.6 2.83 2944.8 5725.5 性腺（gonad） 0.2595 580.1 2.67 2235.5 5032.2 鳃（gill） 0.5322 913.2 1.30 1715.9 3587.8 外套膜（mantle） 0.1932 257.9 3.59 1334.9 2898.5 闭壳肌（adductor muscle） 0.2363 284.0 2.93 1201.9 2365.2 整贝（whole mussel） 0.2152 428.9 3.22 1993.0 3983.4 BDE-47+HPCD 消化盲囊（digestive gland） 0.2875 579.4 2.41 2015.3 4214.8 性腺（gonad） 0.2521 384.0 2.75 1523.2 3693.9 鳃（gill） 0.6622 840.5 1.05 1269.3 2646.8 外套膜（mantle） 0.3718 423.3 1.86 1138.5 2329.7 闭壳肌（adductor muscle） 0.2171 203.4 3.19 936.9 2194.7 整贝（whole mussel） 0.4892 702.2 1.42 1435.4 3092.7 | Show Table
DownLoad:
CSV
（1）BDE-47蓄积和分布.
暴露开始后1 d，紫贻贝各部位均可检测到BDE-47，随暴露时间延长，BDE-47含量均逐渐增大，至第28天时达到最大值；BDE-47处理组与BDE-47+HPCD处理组蓄积趋势一致：在暴露阶段BDE-47含量持续增加，至第28天仍未观察到平台期，说明紫贻贝对BDE-47的蓄积能力较强；各取样时间点的紫贻贝组织中BDE-47含量顺序大致为：消化盲囊>性腺>鳃>闭壳肌和外套膜，消化盲囊是BDE-47蓄积的靶组织.
在蓄积开始阶段（1—5 d），HPCD对紫贻贝中BDE-47的蓄积量无显著影响，各处理组的BDE-47含量接近；随暴露时间延长，BDE-47+HPCD处理组的贻贝组织中BDE-47含量总体上低于BDE-47处理组，这一现象在消化盲囊和性腺中更为明显，HPCD降低了BDE-47在紫贻贝各组织中的蓄积浓度.
（2）BDE-47消除特征
在消除阶段的前期，BDE-47含量降低较为明显，后期消除速率有不同程度的减缓. 经过10 d的消除，各处理组紫贻贝组织中仍有一定比例的BDE-47残留，BDE-47处理组残留量约为蓄积终点含量的20.4%—50.7%，BDE-47+HPCD处理组为9.0%—20.9%；BDE-47残留量顺序：BDE-47处理组，性腺>鳃>消化盲囊>闭壳肌>外套膜；BDE-47+HPCD处理组，性腺>消化盲囊>外套膜>鳃>闭壳肌. 紫贻贝对BDE-47的消除能力较差，BDE-47在紫贻贝中存在较高的残留风险. 在消除阶段几乎所有时间点的含量均是BDE-47处理组>BDE-47+HPCD处理组，HPCD促进了紫贻贝对BDE-47的消除. 主要表现为HPCD加入后，BDE-47的消除速率Ke值增大，蓄积速率Ka值和富集系数（BCFk和BCF0）降低，并且具有更短的消除半衰期（表1）. 紫贻贝整贝（软组织）中BDE-47的蓄积和消除的趋势与各组织类似.
BDE-47在紫贻贝中存在组织特异性蓄积和消除. BDE-47脂溶性较强，消化盲囊和性腺脂肪含量高于其它组织（消化盲囊13.4%，性腺13.7%，其它组织均<8%，以干重计），消化盲囊也是贝类代谢的重要部位，BDE-47经鳃等组织吸收后倾向于在这两种组织中蓄积，其它有机污染物在贻贝中蓄积和分布的组织差异也被证实[11,26]. BDE-47在贻贝性腺中的高浓度蓄积或可引发贝类繁殖异常. 鳃是BDE-47吸收和消除的重要部位，这与鳃丝有较大的接触表面积和丰富的血管有关. 研究表明，γ-CD可通过与全氟烷基辛酸（PFOA）形成包合物，逆转PFOA与血清蛋白（HSA）的结合，从而降低蓄积[27]；而加入β-CD或者氨基键合的β-CD也有助于将全氟（2-甲基-3-氧杂己酸，GenX）从HAS-GenX复合体中提取出来，从而缓解污染[28]. 与上述环糊精相似，HPCD也具有疏水性内腔和亲水外壁，容易和疏水性的污染物通过非共价相互作用形成包合物，改变赋存形态，降低生物有效性从而降低蓄积；HPCD也可能逆转贻贝中BDE-47的结合，促进其代谢消除[18 − 19]. 模拟生物膜吸收研究表明，HPCD可降低多种有机污染物的表观渗透率从而降低污染物的吸收量[29]，因此本研究中HPCD存在下降低BDE-47蓄积和促进消除作用可能是以上多因素影响的结果.
2.2 HPCD对BDE-47毒性效应的影响
2.2.1 HPCD对BDE-47所致氧化损伤影响
研究表明，BDE-47暴露可在许多无脊椎动物中引发过氧化应激反应，并诱导机体的抗氧化防御功能，保护生物体免受氧化损伤[25,29 − 30]. 本研究中，蓄积28 d的消化盲囊和性腺中抗氧化酶活性（GST、SOD和CAT）脂质过氧化生物标记物（MDA）和非酶抗氧化剂（GSH）均受到BDE-47和BDE-47+HPCD暴露的影响，相关结果列于图2. 与对照组相比，BDE-47和BDE-47+HPCD显著（P<0.05）抑制消化盲囊和性腺GST活性，并且BDE-47处理组抑制作用较大（图2A）；GSH含量变化趋势与GST一致（图2B）. BDE-47和BDE-47+HPCD暴露处理的SOD（图2C）和CAT（图2D）酶活性，MDA（图2E）含量均显著（P<0.05）高于对照组，并且前者MDA含量的诱导升高作用高于后者.
图 2 紫贻贝消化盲囊和性腺中谷胱甘肽-S-转移酶活性（GST，A），还原型谷胱甘肽含量（GSH，B），超氧化物歧化酶（SOD，C）和过氧化氢酶活性（CAT，D），丙二醛含量变化（MDA，E），综合生物标志物星图（F-消化盲囊，G-性腺）Figure 2. Glutathione S-transferase activity （GST, A）, glutathione content （GSH, B）, superoxide dismutase （SOD, C） and catalase activity （CAT, D）, malondialdehyde content change （MDA, E）, integrated biomarker star chart （F-digestive gland, G-gonad） in digestive gland and gonad of blue mussel（28 d, n=3, mean ± SD, P=0.05）（28 d，n=3，均值±SD，P=0.05）GST是一种关键的Ⅱ相解毒酶，GSH是一种重要的非酶抗氧化剂. GST催化GSH与许多亲电化学物质结合并生成水溶性物质，在外源化学物质的抗氧化防御中发挥重要作用. GST活性的降低表明生物体无法适应BDE-47暴露处理引起的过氧化胁迫，这与之前关于PBDEs等污染物对贻贝暴露胁迫的研究一致[31]. 与BDE-47处理组相比，BDE-47+HPCD暴露处理组GST活性和GSH含量降低幅度较小，说明后者氧化胁迫的程度更低. SOD是一种重要的抗氧化酶，因为它能将超氧自由基（O2−）分解为H2O2，以消除活性氧（ROS），保护机体免受氧化损伤. CAT是消除H2O2的酶，与SOD一起协同作用保护生物体维持稳态平衡，具有抗炎作用[32]. SOD和CAT活性的显著升高说明BDE-47诱导O2−生成造成氧化胁迫；MDA是生物体内膜脂过氧化的产物，MDA含量升高意味着O2−并没有被彻底清除，造成ROS的积累[24,33]. BDE-47+HPCD处理组MDA含量显著低于BDE-47处理组，表明HPCD减轻了BDE-47诱导的氧化胁迫作用. SOD、CAT、MDA测定结果与GST、GSH测定结果一致.
图2F，2G所示为综合生物标志物星图，各指标中以SOD的响应值最高，GST、GSH和MDA的响应值相近，CAT响应值最低. IBR值可以综合多种生物标志物对污染胁迫的反应，用于评估污染物毒性效应. IBR值越高，毒性反应越大[34]. 消化盲囊BDE-47和BDE-47+HPCD处理组的IBR值（图2F、G中相邻生物标志物的辐射线围成的星状图面积之和）分别为3.40和1.47，性腺中分别为1.26和0.82. 说明BDE-47处理组的各生物标志物指标对暴露胁迫的反应更高. 氧化应激各项指标和IBR值结果说明HPCD大幅度降低了BDE-47诱导的氧化胁迫和毒性作用.
2.2.2 HPCD对BDE-47所致消化盲囊和性腺病理变化的影响
（1）消化盲囊
对照组（图3A）消化盲囊中可见形态正常的消化管（dt），内含管腔（l）和分泌物（sp），外侧包围着单层或连续的消化细胞和嗜碱性细胞，内壁间质组织呈现“星形”结构，周围连接组织（ct）正常，未发现明显的萎缩或者坏死等结构损伤；BDE-47处理组（图3B）消化盲囊中观察到明显的消化管萎缩（at），组织脱落（ex），血细胞浸润（hi）和连接组织纤维化（fi）等损伤，内壁间质组织“星形”结构不明显. BDE-47+HPCD处理组（图3C）消化盲囊表现为消化管萎缩（at），组织脱落（ex）连接组织纤维化（fi），内壁间质组织“星形”结构同样不明显，组织损伤与BDE-47处理组无明显差别.
图 3 紫贻贝消化盲囊和性腺的组织病理切片照片（28 d，H&E染色）Figure 3. Histopathological pictures of the digestive gland and gonad of blue mussel （28 d, H&E staining）（2）性腺
对照组（图3D）雄性紫贻贝性腺处于生精中期，可见发育正常的精巢组织，大量初级次级精母细胞（*）呈辐射状排列，滤泡边界清晰可见；BDE-47处理组（图3E）精母细胞辐射状排列不规则，且精母细胞数量明显少于对照组，滤泡边界模糊；BDE-47+HPCD处理组（图3F）精巢组织的滤泡边缘模糊增厚，精母细胞数量和排列和对照组相比变化不大，精巢损伤低于BDE-47处理组.
对照组（图3G）可见发育完全的紫贻贝卵巢，表现为结构正常的梨形、圆形或卵圆形的卵细胞（1），大小均一，卵细胞内含细胞核（2）与核仁（3），细胞核比例适中，与核质界限分明，核仁清晰可见，着色较深；卵细胞外有滤泡壁（4）包围，滤泡间隙较小. BDE-47处理组（H）卵细胞数量明显减少，细胞核增大，核仁分散不清晰，且滤泡壁模糊增厚（5），相邻滤泡间隙变大（6）. BDE-47+HPCD处理组（图3I）卵细胞数量变化不显著，但也表现为滤泡壁模糊增厚（7）和滤泡间隙增大（8）的现象，损伤程度低于BDE-47暴露组.
研究表明，PBDEs可诱导双壳贝类的炎症反应并导致消化管等的损伤[15, 35]. 本研究中消化管萎缩表现为管腔增大或小管厚度增加，这是由炎症反应造成的，消化管内腔组织脱落是由消化细胞坏死引起的，血细胞浸润是由于管腔细胞破损，血细胞进入管腔引发. HPCD对BDE-47蓄积的消化盲囊组织损伤影响较小，这可能是由于两个处理组的消化盲囊中均蓄积了较高浓度的BDE-47导致的. 基于脊椎动物的毒性实验表明，BDE-47具有生殖发育毒性和遗传毒性[36]. 本研究中各处理组紫贻贝性腺均有不同程度的损伤，比如生殖细胞数量降低等，说明BDE-47可能影响其生殖功能，由BDE-47引发的海洋无脊椎动物尤其是双壳贝类的生殖功能异常也应当引起足够重视. 组织病理研究结果表明HPCD一定程度上减轻了对紫贻贝消化盲囊和性腺的组织损伤.
2.2.3 分子对接
分子对接可直观展示主客体化合物之间的相互作用方式，优选后的包合物构型列于图4. 分子对接模拟结果表明，BDE-47分子部分进入HPCD空腔，分子在空腔内部折叠，位于空腔居中位置. 其中BDE-47的部分苯环，醚键和溴原子靠近HPCD小口端，部分基团暴露在空腔外部. 分子对接模拟计算BDE-47和HPCD的结合能为−4.16 cal·mol−1，说明BDE-47和HPCD可以形成较为稳定的包合物. 基于分子对接的结果，推测HPCD对BDE-47蓄积、分布的影响和毒性降低的作用可能是由于HPCD对游离态BDE-47（暴露溶液中）的屏蔽作用，或对结合态BDE-47（贻贝组织中）的解吸附作用，降低BDE-47的蓄积并加速消除，继而减缓其毒性作用[19].
图 4 分子对接模拟的BDE-47与HPCD相互作用空间构型Figure 4. Optimized structures of BDE-47 included into HPCD （a, b-side view; c, d-top view）（a，b-侧视图，c，d-俯视图）3. 结论（Conclusion）
（1）BDE-47在紫贻贝中的蓄积具有组织特异性；HPCD显著降低BDE-47在紫贻贝各组织中的蓄积浓度，加快BDE-47的清除：加入HPCD后，BDE-47蓄积速率常数（Ka）、消除半衰期（t1/2）和生物富集因子（BCFk，BCFo）减小，消除动力学参数（Ke）增大.
（2）HPCD减轻了BDE-47对紫贻贝消化盲囊和性腺的氧化胁迫和组织损伤；HPCD降低BDE-47在紫贻贝中的残留风险的同时也减轻了BDE-47对紫贻贝的毒性.
（3）BDE-47蓄积、分布和消除动态，以及氧化损伤的结果表明贻贝消化盲囊和性腺组织损伤减轻与HPCD降低BDE-47的蓄积量并减轻氧化胁迫有关.
（4）分子对接结果表明HPCD可能通过对BDE-47的屏蔽或者解吸附作用降低BDE-47在贻贝中的蓄积，继而减缓其毒性作用. 研究结果为HPCD在减少海洋生物污染物蓄积和促进消除方面的应用提供参考.
-
图 1 蓄积和消除过程中四溴联苯醚（BDE-47）在贻贝消化盲囊、性腺、鳃、闭壳肌、外套膜和整贝（软组织）中的含量变化
Figure 1. Changes of tetrabromodiphenyl ether （BDE-47） content in digestive gland, gonad, gill, mantle, adductor muscle and whole mussel （soft tissue） of blue mussel during accumulation and elimination（n=3, dry weight, mean ± SD）
图 2 紫贻贝消化盲囊和性腺中谷胱甘肽-S-转移酶活性（GST，A），还原型谷胱甘肽含量（GSH，B），超氧化物歧化酶（SOD，C）和过氧化氢酶活性（CAT，D），丙二醛含量变化（MDA，E），综合生物标志物星图（F-消化盲囊，G-性腺）
Figure 2. Glutathione S-transferase activity （GST, A）, glutathione content （GSH, B）, superoxide dismutase （SOD, C） and catalase activity （CAT, D）, malondialdehyde content change （MDA, E）, integrated biomarker star chart （F-digestive gland, G-gonad） in digestive gland and gonad of blue mussel（28 d, n=3, mean ± SD, P=0.05）
图 3 紫贻贝消化盲囊和性腺的组织病理切片照片（28 d，H&E染色）
Figure 3. Histopathological pictures of the digestive gland and gonad of blue mussel （28 d, H&E staining）
图 4 分子对接模拟的BDE-47与HPCD相互作用空间构型
Figure 4. Optimized structures of BDE-47 included into HPCD （a, b-side view; c, d-top view）
表 1 BDE-47处理组和BDE-47+HPCD处理组的紫贻贝组织中BDE-47的蓄积和消除动力学参数
Table 1. The accumulation and elimination kinetic parameters of BDE-47 in the tissues of blue mussels treated with BDE-47 and BDE-47+HPCD
组别Group 组织Tissue Ke/d−1 Ka/（mL·g−1·d−1） t1/2/d BCFk/（mL·g−1） BCFo/（mL·g−1） BDE-47 消化盲囊（digestive gland） 0.2447 720.6 2.83 2944.8 5725.5 性腺（gonad） 0.2595 580.1 2.67 2235.5 5032.2 鳃（gill） 0.5322 913.2 1.30 1715.9 3587.8 外套膜（mantle） 0.1932 257.9 3.59 1334.9 2898.5 闭壳肌（adductor muscle） 0.2363 284.0 2.93 1201.9 2365.2 整贝（whole mussel） 0.2152 428.9 3.22 1993.0 3983.4 BDE-47+HPCD 消化盲囊（digestive gland） 0.2875 579.4 2.41 2015.3 4214.8 性腺（gonad） 0.2521 384.0 2.75 1523.2 3693.9 鳃（gill） 0.6622 840.5 1.05 1269.3 2646.8 外套膜（mantle） 0.3718 423.3 1.86 1138.5 2329.7 闭壳肌（adductor muscle） 0.2171 203.4 3.19 936.9 2194.7 整贝（whole mussel） 0.4892 702.2 1.42 1435.4 3092.7
下载: 导出CSV
-
[1] ABBASI G, LI L, BREIVIK K. Global historical stocks and emissions of PBDEs[J]. Environmental Science & Technology, 2019, 53(11): 6330-6340. [2] CHUPEAU Z, MERCIER F, ROUXEL E, et al. Pre- and post-natal exposure of children to organophosphate flame retardants: A nationwide survey in France[J]. Environment International, 2022, 168: 107435. doi: 10.1016/j.envint.2022.107435 [3] PEI J, YAO H, WANG H, et al. Polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in water, surface sediment, and suspended particulate matter from the Yellow River, China: Levels, spatial and seasonal distribution, and source contribution[J]. Marine Pollution Bulletin, 2018, 129(1): 106-113. doi: 10.1016/j.marpolbul.2018.02.017 [4] QI J, WANG X L, FAN L, et al. Levels, distribution, childhood exposure assessment, and influencing factors of polybrominated diphenyl ethers (PBDEs) in household dust from nine cities in China[J]. Science of the Total Environment, 2023, 874: 162612. doi: 10.1016/j.scitotenv.2023.162612 [5] ZHUANG J, PAN Z J, QIN Y, et al. Evaluation of BDE-47-induced neurodevelopmental toxicity in zebrafish embryos[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2023, 30(18): 54022-54034. doi: 10.1007/s11356-023-26170-7 [6] CHEN F, FENG L, ZHENG Y L, et al. 2, 2', 4, 4'-tetrabromodiphenyl ether (BDE-47) induces mitochondrial dysfunction and related liver injury via eliciting miR-34a-5p-mediated mitophagy impairment[J]. Environmental Pollution, 2020, 258: 113693. doi: 10.1016/j.envpol.2019.113693 [7] GAO Q, ZHOU Z Y, HE Y N, et al. BDE-47 induces immunotoxicity in RAW264.7 macrophages through the reactive oxygen species-mediated mitochondrial apoptotic pathway[J]. Molecules, 2023, 28(5): 2036. doi: 10.3390/molecules28052036 [8] LEE H J, KIM G B, LEE R F. Genotoxicity and development effects of brominated flame retardant PBDEs and UV-exposed PBDEs on grass shrimp (Palaemonetes pugio) embryo[J]. Marine Pollution Bulletin, 2012, 64(12): 2892-2895. doi: 10.1016/j.marpolbul.2012.08.010 [9] XIE B M, LIN X Q, WU K S, et al. Adipose tissue levels of polybrominated diphenyl ethers in relation to prognostic biomarkers and progression-free survival time of breast cancer patients in eastern area of Southern China: A hospital-based study[J]. Environmental Research, 2023, 216(Pt 4): 114779. [10] BELTRÁN E M, GONZÁLEZ-DONCEL M, GARCÍA-MAURIÑO J E, et al. Effects of life cycle exposure to dietary 2,2',4,4'-tetrabromodiphenyl ether (BDE-47) on medaka fish (Oryzias latipes)[J]. Aquatic Toxicology, 2022, 245: 106133. doi: 10.1016/j.aquatox.2022.106133 [11] 耿倩倩, 郭萌萌, 李风铃, 等. BDE-47在紫贻贝中的分布、蓄积、消除和毒性效应[J]. 中国环境科学, 2022, 42(3): 1385-1393. GENG Q Q, GUO M M, LI F L, et al. Tissue distribution, accumulation, elimination characteristics and toxicity of 2,2’,4,4’-tetrabromodiphenyl ether in blue mussel[J]. China Environmental Science, 2022, 42(3): 1385-1393 (in Chinese).
[12] PROVENZA F, RAMPIH D, PIGNATTELLI S, et al. Mussel watch program for microplastics in the Mediterranean Sea: Identification of biomarkers of exposure using Mytilus galloprovincialis[J]. Ecological Indicators, 2022, 142: 109212. doi: 10.1016/j.ecolind.2022.109212 [13] ESPINOSA RUIZ C, MORGHESE M, RENDA G, et al. Effects of BDE-47 exposure on immune-related parameters of Mytilus galloprovincialis[J]. Aquatic Toxicology, 2019, 215: 105266. doi: 10.1016/j.aquatox.2019.105266 [14] 董梦洁, 李兴红. 我国典型电子垃圾循环地区人体血清中多溴联苯醚浓度与特征的时间变化趋势[J]. 环境化学, 2020, 39(6): 1504-1512. doi: 10.7524/j.issn.0254-6108.2019041801 DONG M J, LI X H. Temporal changes in the profiles and concentrations of polybrominated diphenyl ethers in human serum collected from a typical e-waste recycling area in China[J]. Environmental Chemistry, 2020, 39(6): 1504-1512 (in Chinese). doi: 10.7524/j.issn.0254-6108.2019041801
[15] GENG Q Q, GUO M M, WU H Y, et al. Effects of single and combined exposure to BDE-47 and PFOA on distribution, bioaccumulation, and toxicity in blue mussel (Mytilus galloprovincialis)[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2021, 228: 113014. doi: 10.1016/j.ecoenv.2021.113014 [16] WACŁAWEK S, KRAWCZYK K, SILVESTRI D, et al. Cyclodextrin-based strategies for removal of persistent organic pollutants[J]. Advances in Colloid and Interface Science, 2022, 310: 102807. doi: 10.1016/j.cis.2022.102807 [17] 任佰萍. 环糊精与典型持久性有机污染物的相互作用及对其生物降解的影响[D]. 大连: 大连理工大学, 2020: 56-60. REN B P. Interactions of cyclodextrins with typical persistent organic pollutants and effects of their conjugates on the biodegration of organic pollutants[D]. Dalian: Dalian University of Technology, 2020: 56-60 (in Chinese).
[18] de FÁTIMA ABREU VENCESLAU A, dos SANTOS F E, de FÁTIMA SILVA A, et al. Cyclodextrins as effective tools to reduce the toxicity of atrazine[J]. Energy, Ecology and Environment, 2018, 3(2): 81-86. doi: 10.1007/s40974-017-0073-8 [19] GENG Q Q, XIE J C, WANG X, et al. Preparation and characterization of butachlor/(2-hydroxypropyl)-β-cyclodextrin inclusion complex: Improve soil mobility and herbicidal activity and decrease fish toxicity[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2018, 66(46): 12198-12205. doi: 10.1021/acs.jafc.8b04812 [20] FLISZÁR-NYÚL E, BOCK I, CSEPREGI R, et al. Testing the protective effects of cyclodextrins vs. alternariol-induced acute toxicity in HeLa cells and in zebrafish embryos[J]. Environmental Toxicology and Pharmacology, 2022, 95: 103965. doi: 10.1016/j.etap.2022.103965 [21] LUDA M P, ZANETTI M. Cyclodextrins and cyclodextrin derivatives as green char promoters in flame retardants formulations for polymeric materials. A review[J]. Polymers, 2019, 11(4): 664. doi: 10.3390/polym11040664 [22] 王银, 罗姣, 王光辉. 甘氨酸-β-环糊精对西玛津和镉的毒性影响研究[J]. 环境污染与防治, 2014, 36(2): 19-22. WANG Y, LUO J, WANG G H. Study on the effect of glycine-β-cyclodextrin on toxicity of simazine and Cd[J]. Environmental Pollution & Control, 2014, 36(2): 19-22 (in Chinese).
[23] KOMOLAFE O, BOWLER B, DOLFING J, et al. Quantification of polybrominated diphenyl ether (PBDE) congeners in wastewater by gas chromatography with electron capture detector (GC-ECD)[J]. Analytical Methods, 2019, 11(27): 3474-3482. doi: 10.1039/C9AY00266A [24] 迟潇, 陈碧鹃, 孙雪梅, 等. 基于IBR模型研究BDE-47和BDE-153对半滑舌鳎的毒性效应[J]. 生态毒理学报, 2020, 15(4): 192-202. doi: 10.7524/AJE.1673-5897.20190726001 CHI X, CHEN B J, SUN X M, et al. Toxic effects of BDE-47 and BDE-153 on Cynoglossus semilaevis Gunther based on IBR model[J]. Asian Journal of Ecotoxicology, 2020, 15(4): 192-202 (in Chinese). doi: 10.7524/AJE.1673-5897.20190726001
[25] LIU C C, WANG B Y, ZHOU B, et al. The responses of Oncorhynchus mykiss coping with BDE-47 stress via PXR-mediated detoxification and Nrf2-mediated antioxidation system[J]. Aquatic Toxicology, 2019, 207: 63-71. doi: 10.1016/j.aquatox.2018.11.026 [26] LARSSON J, SMOLARZ K, ŚWIEŻAK J, et al. Multi biomarker analysis of pollution effect on resident populations of blue mussels from the Baltic Sea[J]. Aquatic Toxicology, 2018, 198: 240-256. doi: 10.1016/j.aquatox.2018.02.024 [27] WEI X J, WANG Q, LIU C. Nanopore sensing of γ-cyclodextrin induced host-guest interaction to reverse the binding of perfluorooctanoic acid to human serum albumin[J]. Proteomics, 2022, 22(5/6): e2100058. [28] PERERA N L D, MIKSOVSKA J, O'SHEA K E. Elucidation of specific binding sites and extraction of toxic Gen X from HSA employing cyclodextrin[J]. Journal of Hazardous Materials, 2022, 425: 127765. doi: 10.1016/j.jhazmat.2021.127765 [29] 邹德菲. 环糊精对有机物的模拟生物膜吸收性能的影响[D]. 大连: 大连理工大学, 2014: 32-33. ZOU D F. Effect of cyclodextrins on mimic bio-membrane absorption of organic chemicals[D]. Dalian: Dalian University of Technology, 2014: 32-33 (in Chinese).
[30] LIU Y M, YANG M, ZHENG L, et al. Antioxidant responses of triangle sail mussel Hyriopsis cumingii exposed to toxic Microcystis aeruginosa and thermal stress[J]. Science of the Total Environment, 2020, 743: 140754. doi: 10.1016/j.scitotenv.2020.140754 [31] VIDAL-LIÑÁN L, BELLAS J, FUMEGA J, et al. Bioaccumulation of BDE-47 and effects on molecular biomarkers acetylcholinesterase, glutathione-S-transferase and glutathione peroxidase in Mytilus galloprovincialis mussels[J]. Ecotoxicology, 2015, 24(2): 292-300. doi: 10.1007/s10646-014-1377-5 [32] 蒋安祺, 刘慧, 王为木. 纳米ZnO对中华圆田螺的氧化应激效应[J]. 环境化学, 2017, 36(4): 892-897. doi: 10.7524/j.issn.0254-6108.2017.04.2016102505 JIANG A Q, LIU H, WANG W M. Oxidative stress of nano ZnO on Cipangopaludina cahayensis[J]. Environmental Chemistry, 2017, 36(4): 892-897 (in Chinese). doi: 10.7524/j.issn.0254-6108.2017.04.2016102505
[33] CANLI E G, BAYKOSE A, USLU L H, et al. Changes in energy reserves and responses of some biomarkers in freshwater mussels exposed to metal-oxide nanoparticles[J]. Environmental Toxicology and Pharmacology, 2023, 98: 104077. doi: 10.1016/j.etap.2023.104077 [34] ZHENG Q, FENG M B, DAI Y. Comparative antioxidant responses in liver of Carassius auratus exposed to phthalates: An integrated biomarker approach[J]. Environmental Toxicology and Pharmacology, 2013, 36(3): 741-749. doi: 10.1016/j.etap.2013.07.008 [35] MESSINA C M, ESPINOSA RUIZ C, REGOLI F, et al. BDE-47 exposure modulates cellular responses, oxidative stress and biotransformation related-genes in Mytilus galloprovincialis[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2020, 107(Pt B): 537-546. [36] SONG M Q, WANG Y J, CHEN Z H, et al. Human CYP enzyme-activated genotoxicity of 2, 2’, 4, 4’-tetrabromobiphenyl ether in mammalian cells[J]. Chemosphere, 2022, 291: 132784. doi: 10.1016/j.chemosphere.2021.132784 -
点击查看大图
计量
- 文章访问数: 747
- HTML全文浏览数: 747
- PDF下载数: 8
- 施引文献: 0
